Сегодня: 28.07.2021
RU / EN
Последнее обновление: 29.06.2021

Маркеры апоптоза и пролиферации клеток при воспалительно-фибропролиферативных заболеваниях сосудистой стенки (обзор)

Э.А. Климентова, И.А. Сучков, А.А. Егоров, Р.Е. Калинин

Ключевые слова: апоптоз; маркеры апоптоза; пролиферация клеток; воспалительные нарушения сосудистой стенки.

Апоптоз является основным признаком воспалительно-фибропролиферативных нарушений сосудистой стенки. Исследования на моделях животных показали, что гладкомышечные клетки (ГМК), культивированные из образцов эндартерэктомии из зоны поражения, пролиферируют медленнее и демонстрируют более высокие индексы апоптоза, чем ГМК, полученные из нормальной стенки сосуда. Апоптотические клетки были обнаружены в дестабилизированных атеросклеротических бляшках, а также в образцах с рестенозом зоны реконструкции.

Травма сосудистой стенки вызывает две волны апоптоза. Первая волна — это быстрый апоптоз в медии, происходящий в течение нескольких часов после травмы и приводящий к заметному снижению количества клеток сосудистой стенки. Вторая волна апоптоза возникает гораздо позже (от нескольких дней до недель) и ограничивается ГМК развивающейся неоинтимы. Через 20 дней после баллонной ангиопластики до 14% ГМК неоинтимы подвергаются апоптозу. В модели на кроликах перевязка наружной сонной артерии приводила к заметному снижению кровотока по общей сонной артерии, что коррелировало с увеличенным апоптозом эндотелиальных клеток и ГМК.

Вызванная ангиопластикой гибель ГМК регулируется редокс-чувствительным сигнальным путем, и местное введение антиоксидантов может минимизировать потерю клеток сосудистой стенки. В целом, как показывают исследования, апоптоз преобладает в сосудистых поражениях, контролируя жизнеспособность как воспалительных, так и сосудистых клеток, определяя клеточный состав стенки сосуда. В данном обзоре рассмотрены основные маркеры апоптоза (Fas, Fas-лиганд, p53, Bcl-2, Bax) и пролиферации клеток (toll-рецептор).


Введение

В норме клетки сосудов мало подвергаются апоптозу. Он является важной составляющей процесса ремоделирования сосудистой стенки, происходящего во время образования атеросклеротических и рестенотических повреждений [1–3]. Апоптотическая гибель представляет собой способ удаления инфильтрирующих лейкоцитов и поврежденных клеток без развития воспаления [4, 5]. Надлежащим образом это функционирует на ранних стадиях заболевания, а повышение скорости апоптоза на более поздней стадии поражения связано с недостаточным удалением гибнущих клеток, развитием вторичного некроза, обострением воспаления в атеросклеротической бляшке (АТБ).

Изначально изучение процесса апоптоза было проведено в образцах эндартерэктомии из зоны атеросклеротического и рестенотического поражения, он был обнаружен в макрофагах, гладкомышечных клетках (ГМК), Т-лимфоцитах. При начальных стадиях атеросклероза активность пролиферации клеток сильнее, чем скорость апоптоза, что ведет к формированию и развитию АТБ [6, 7]. При прогрессировании процесса начинает преобладать апоптоз в различных клетках АТБ (ГМК, фиброзной покрышке АТБ и др.), что приводит к ее нестабильности и разрыву с последующим тромбозом. Клинические исследования пациентов с инфарктом миокарда показали повышение апоптотических маркеров (FADD и каспазы-8) в острой фазе события [8].

Исследования гибели клеток при сосудистых поражениях проводились на животных моделях. В экспериментальных опытах активация пути L-аргинин/метаболиты оксида азота (NO) вызывает регрессию атеромы посредством индукции апоптоза макрофагов. На моделях с кроликами установлена повышенная экспрессия апоптотических генов белков Bax, каспазы-3, каспазы-9, p53 и FAS при нестабильных бляшках [9].

Апоптотические клетки (ГМК, макрофаги и лейкоциты) были обнаружены в образцах с рестенозом зоны реконструкции. Проведенный анализ неоинтимы после чрескожной транслюминальной баллонной ангиопластики (ЧТБА) показал, что апоптоз достигает максимума через 2 нед, в то время как непрерывная клеточная пролиферация происходит в течение 12 нед без увеличения клеточного состава. ЧТБА вызывает быструю волну апоптоза ГМК медии сонной артерии. Неповрежденные сосуды и сосуды, исследованные сразу после ЧТБА, не показывают признаков апоптоза. Однако через 0,5–1 ч после травмы до 70% медиальных ГМК демонстрируют ядерную конденсацию (независимый индикатор апоптоза), а через 4 ч они уже не определяются [10].

Апоптоз с быстрым началом наблюдался в моделях ЧТБА с односторонним и двусторонним поражениями подвздошных артерий кролика [11]. Большая потеря клеточного состава зависела от интенсивности повреждения в обеих моделях, причем в медии апоптоз наблюдался чаще, чем в неоинтиме. Хотя количественная оценка апоптоза в неоинтимальных поражениях остается предметом споров, проведенные исследования показывают, что зона рестеноза содержит более высокую плотность ГМК и значительно сниженные уровни апоптоза по сравнению с первичными атеросклеротическими поражениями. Существует гипотеза, что активация антиапоптотического гена Вcl-xL в клетках неоинтимы может придавать им относительную устойчивость к индукции их гибели вследствие травмы.

При иммуногистохимическом исследовании синтетических шунтов после их имплантации в сосудистое русло через 1 мес апоптотические клетки обнаруживали в интиме, а через 6 мес — в адвентиции графта. До настоящего момента не полностью известны механизмы и роль макрофагов в распределении этих клеток в стенках сосуда. Макрофаги индуцируют повышенную регуляцию Fas в культивируемых ГМК [12–14].

На моделировании венозного шунта в эксперименте на кроликах L. Wan с соавт. [15] показали, что уровень апоптоза наиболее высок между 1-м и 3-м днями после операции, тогда как пролиферация достигает своего максимума на 7-й день. По мере прогрессирования рестеноза венозного графта выявляются признаки апотоза.

Проонкогенный C-myc контролирует пролиферацию клеток, апоптоз, ремоделирование тканей, ангио­генез, метаболизм клеток, выработку воспалительных и противовоспалительных цитокинов [16–21]. C.M. Steger с соавт. [22] показали, что применение антисмыслового олигонуклеотида против C-myc на мышиной модели венозного трансплантата включает значительное уменьшение образования неоинтимы в послеоперационном периоде.

Вызванная ЧТБА гибель ГМК регулируется редокс-чувствительным сигнальным путем, и местное введение антиоксидантов может минимизировать потерю клеток сосудистой стенки [23–29]. Применение липофильных статинов вызывает апоптоз различных типов клеток, включая ГМК и эндотелиальные, тогда как гидрофильные статины (розувастатин и правастатин) такого эффекта не дают. Клиническое значение апоптоза, индуцированного статинами, остается спорным, поскольку он, с одной стороны, может уменьшить утолщение сосудистой стенки на ранних стадиях атеросклероза, а также уменьшить образование нео­интимы в ответ на повреждение, а с другой — способствовать дестабилизации АТБ, приводя к острым сердечно-сосудистым событиям [30–34].

Маркеры апоптоза

Fas-рецептор и его лиганд. Одним из основных участников системы апоптоза является Fas-рецептор и его лиганд. Fas-лиганд (FasL) является мембранным белком типа II, который принадлежит к семейству факторов некроза опухолей и индуцирует апоптоз посредством родственного взаимодействия с рецептором Fas (CD95/Apo-1). Система Fas–FasL участвует в регуляции физиологического обмена клеток. Fas содержит цитоплазматический домен, называемый доменом смерти (Fas-ассоциированный домен смерти), который необходим для передачи апоптотического сигнала. Домен смерти Fas взаимодействует с белком FADD. Отдельный домен FADD связывается с прокаспазой-8. Fas приводит к активации каспазы-8 посредством аутопротеолиза, с последующим протеолитическим расщеплением других членов семейства каспаз. Активация каспазы-8 и Fas-опосредованный апоптоз могут блокироваться эндогенными ингибирующими молекулами, такими как FLIP (FLICE-подобные ингибиторные белки) [35, 36].

Передача сигналов Fas-опосредованной смерти может включать активацию чувствительных к антиапоптотическому действию белков Bcl-2 и Bcl-XL. Митохондриальная активация является результатом опосредованного каспазой-8 расщепления белка Bid, который затем транслоцируется в митохондриальную мембрану и индуцирует высвобождение цитохрома [37].

Fas экспрессируется на многих типах клеток, включая воспалительные и сосудистые. FasL был обнаружен в воспалительных клетках и тканях, эндотелии сосудов, где играл важную роль в контроле за экстравазацией воспалительных клеток. Эндогенный FasL в основном функционирует для подавления воспалительных реакций, его нефизиологическая экспрессия может вызывать инфильтрацию нейтрофилов вследствие высвобождения IL-1β и нейтрофильного хемоаттрактанта после включения Fas. Поскольку ГМК экспрессируют Fas, а воспалительные клетки — FasL, высказано предположение, что Fas-опосредованный апоптоз может способствовать нестабильности АТБ. Локальная доставка FasL в сонные артерии крыс после ЧТБА вызывала апоптоз в пролиферирующих ГМК [38, 39].

В отличие от ГМК сосудистые эндотелиальные клетки устойчивы к Fas-опосредованному апоптозу в нормальных условиях. Эндотелиальные клетки с Fas на своей поверхности не подвергаются апоптозу при воздействии агонистического анти-Fas-антитела или при увеличении FasL путем аденовирусной его доставки. Они остаются устойчивыми к Fas-опосредованной гибели клеток даже при активации интерфероном-γ, который заметно увеличивает экспрессию Fas. Это обусловлено низким синтезом FasL на клеточной поверхности, продукцией эндогенных ингибиторов Fas-пути передачи сигналов смерти либо экспрессией FLIP, что обеспечивает их выживание. Другие защитные механизмы могут включать участие белков семейства Bcl-2, которые функционируют как позитивные и негативные регуляторы апоптоза. Выработка NО эндотелиальными клетками способствует нитрозилированию и инактивации каспаз, которые необходимы для Fas-опосредованной гибели клеток. Интересен факт, что NO, высвобождаемый из ГМК крыс, стимулированных IL-1, способствует экспрессии Fas независимо от цГМФ [40].

Местное введение TNF-α в артерии подавляет эндотелиальный FasL и индуцирует сильную лейкоцитарную инфильтрацию стенки сосуда. Секреция TNF-α активированными клетками внутри атеромы может подавлять экспрессию FasL в соседних клетках нормального эндотелия, способствуя увеличению экстравазации лейкоцитов и росту повреждения стенки. TNF-α-индуцированная инфильтрация макрофагов и Т-клеток заметно ослабляется, когда FasL конститутивно экспрессируется в эндотелии сосудов с помощью аденовирус-опосредованного переноса генов. Хронический локализованный иммунный ответ является важной особенностью атерогенеза. Наблюдение, что FasL способен ингибировать воспалительные реакции в стенке сосуда, позволяет предположить, что он может выполнять атеропротективную функцию [41].

С другой стороны, изменения в экспрессии FasL и Fas могут служить признаком дисфункции эндотелиальных клеток, что способствует атерогенезу. Например, окисленные липопротеины низкой плотности (ЛПНП) могут изменять чувствительность этих клеток к Fas-опосредованному апоптозу. Сенсибилизация Fas-опосредованного апоптоза коррелирует с подавлением FLIP и оценивает роль данного ингибитора в естественной устойчивости эндотелиальных клеток к стимуляции Fas [41].

W.R. English с соавт. [42] доказали, что ингибитор металлопротеиназ-3 (TIMP3) вызывает апоптоз в ГМК человека через активацию каспазы-8 и FAS. Т. Imanishi с соавт. [43] показали, что через 24 и 48 ч после ЧТБА наблюдается уменьшение синтеза FLIP в медии, а его возврат к исходному уровню происходит на 28-й день.

Образование неоинтимы после ЧТБА является ахиллесовой пятой данного вида лечения. ЧТБА приводит к немедленной потере ГМК вследствие апоптоза с их последующей быстрой пролиферацией. Установлено [44], что принудительная экспрессия FasL с использованием аденовирусной доставки in vivo уменьшает неоинтимальное образование после ЧТБА у кроликов и крыс.

Z. Luo с соавт. [45] сравнили эффективность доставки генов белков FasL и p21 по их способности ингибировать гиперплазию неоинтимы в зоне оперативного вмешательства на сонных артериях крыс. Только Ad-FasL ингибировал образование неоинтимы у иммунизированных крыс, заметно снижая инфильтрацию Т-клетками. Локальная доставка FasL оказывает два воздействия на стенку сосуда: вызывает апоптоз в Fas-несущих ГМК и подавляет деструктивный ответ Т-лимфоцитов на клетки, экспрессирующие вирусные белки.

С другой стороны, образование гиперплазии неоинтимы, вызванное моделированием механического повреждения бедренной артерии у обычных мышей либо дефицитом FasL или Fas, не различалось, что свидетельствует о существовании других сигнальных путей апоптоза при травме сосудистой стенки [46].

Toll-подобные рецепторы (toll-like receptor, TLR). Это класс клеточных рецепторов с одним трансмембранным фрагментом, которые распознают микроорганизмы и активируют клеточный иммунный ответ. На сегодняшний день известно 13 видов TLR, у человека обнаружено только 9 видов. Они представлены на клетках разного типа — от эпителиальных до иммунокомпетентных. Например, TLR4 экспрессируется на кардиомиоцитах, макрофагах, ГМК и эндотелиальных клетках. Известными лигандами TLR являются различные бактериальные и грибковые компоненты, включая пептидогликан для TLR2, липополисахарид для TLR4, фагеллин для TLR5 и т.д. Клеточный фибронектин, который продуцируется в ответ на повреждение ткани, белки теплового шока HSP60 и HSP70, ЛПНП, некротические клетки являются активаторами для TLR2 и TLR4. Интересен факт, что HSP60 человека требует активации TLR4 для стимуляции выработки TNF-α и NO [47].

Механизм действия TLR заключается в передаче сигнала в ядро клетки и димеризации, сопровождающейся изменением конформации TIR-домена, который связывается с адапторной молекулой MyD88, необходимой для привлечения киназ семейства IRAK (IL-1 receptor associated kinase) [48–51].

Toll-подобный рецептор инициирует активацию ядерного фактора (NF-κB), приводящую к продукции провоспалительных цитокинов и хемокинов, таких как IL-1α, IL-1β, IL-1Ra, IL-6, IFN-γ, интерферон-индуцируемый белок-10 (IP-10), воспалительный белок макрофагов (MIP-1β), хемотаксический белок-1 моноцитов (MCP-1), IL-8. Эти медиаторы воспаления могут оказывать различные атерогенные эффекты, включая экспрессию молекул адгезии на эндотелиальных клетках, пролиферацию ГМК, активацию иммунных клеток и стимуляцию острофазового ответа. Существуют доказательства участия NF-κB в развитии атеросклероза [52–56]. К.S. Michelsen с соавт. [57] сообщили, что специфичное для макрофагов ингибирование пути NF-κB приводит к более тяжелому течению атеросклероза у мышей (возможно, вследствие снижения продукции IL-10 макрофагами).

В последние годы появились доказательства участия TLR в патогенезе атеросклероза. Нормальные артерии показали очень низкие уровни всех TLR, за исключением относительно более высокого уровня мРНК TLR4. В зоне атеросклеротических поражений TLR1, TLR2 и TLR4 были повышены в три раза, их синтез осуществляется преимущественно эндотелиальными клетками и макрофагами. В модели на мышах с дефицитом TLR4/ApoE показано меньшее образование АТБ со стабильным фенотипом, что обусловлено снижением уровней IL-12, MCP-1 и др. Выключение MyD88, молекулы-адаптера сигнального пути TLR у мышей ApoE–/–, уменьшило число атеросклеротических поражений аорты на 40–65% и заметно снизило образование циклооксигеназы-2 в АТБ. Таким образом, TLR4 и MyD88 являются ключевыми игроками в прогрессировании атеросклероза [58].

Toll-подобный рецептор-2 способствует миграции ГМК за счет увеличения продукции IL-6. Многочисленные исследования [59–62] показывают, что агонисты рецептора стимулируют именно миграцию ГМК, но не пролиферацию и жизнеспособность клеток. Дефицит рецептора или его ингибирование антителом подавляет индуцированную агонистом TLR2 миграцию ГМК и продукцию IL-6, опосредованную митоген-ассоциированной протеинкиназой p38 и внеклеточными сигналами киназы 1 и 2. Эти сигнальные пути действуют совместно, активируя цАМФ и последующую продукцию IL-6, что в свою очередь способствует миграции ГМК. Применение антител против IL-6 нарушало опосредованную TLR2 миграцию ГМК. A.H. Schoneveld и соавт. [63] в своем эксперименте демонстрируют локальное применение специфического лиганда для стимуляции TLR2 на бедренной артерии мышей, индуцируя образование гиперплазии неоинтимы сосудов. N. Kobayashi и соавт. [64] обнаружили на моделях животных, что инфекция Porphyromonas gingivalis может способствовать формированию неоинтимы после повреждения артерии посредством передачи сигналов через TLR2. Y. Zhang и соавт. показали [65], что у мышей, лишенных TLR4, значительно блокировались индуцированная пальмитатом генерация активных форм кислорода и апоптоз ГМК, сопровождаемый ингибированием экспрессии каспазы-3, каспазы-9, р53 и восстановлением экспрессии Bcl-2.

У пациентов с полиморфизмом гена Asp299Gly TLR4 наблюдалась меньшая толщина интимы/медии в сонной артерии, чем у здоровых добровольцев. Пациенты с данным полиморфизмом, страдающие ишемической болезнью сердца, продемонстрировали большую пользу от лечения правастатином (ингибитором HMG-CoA-редуктазы) в сравнении со здоровыми добровольцами [66].

Белки семейства Bcl-2. Во многих ситуациях жизнеспособность клеток контролируется модуляциями уровней белков семейства Bcl-2. Некоторые из этих белков (Bcl-2, Bcl-XL и A1) действуют как ингибиторы апоптоза, тогда как другие (Bax, Bad и Bid) являются его модуляторами. Считается, что соотношение данных белков контролирует выживание клеток [67–70].

Как правило, белки семейства Bcl-2 функционируют на уровне митохондрий, контролируют жизнеспособность клеток, а также перемещение и действия цитохрома С, который ускоряет гибель апоптотических клеток. После высвобождения из митохондрий белка Apaf-1 цитохром С связывается с ним и прокаспазой-9, что приводит к протеолитической активации этой каспазы. Затем каспаза-9 протеолитически активирует нижестоящие каспазы и наступает гибель клеток. Белок Bcl-XL образует ионный канал в синтетических липидных мембранах, регулируя функцию митохондрий и проницаемость мембран [71–74].

Уровень белка Bax повышен в ГМК АТБ человека, где апоптоз происходит с высокой скоростью [75]. И, наоборот, защитный фактор апоптоза Bcl-XL детектируется в нормальных ГМК медии крыс, и его экспрессия быстро понижается после ЧТБА. Снижение Bcl-XL происходит через 1 ч после травмы в слоях медии. В атероматозных поражениях интимы человека в сравнении с клетками медии отмечены повышенные уровни Bcl-XL. Когда антисмысловой олигонуклеотид, направленный против Bcl-XL, вводили в поврежденные баллоном сонные артерии кролика через 4 нед после проведения процедуры, экспрессия Bcl-XL подавлялась и апоптоз интимных клеток происходил с повышенной скоростью. Это приводило к уменьшению толщины интимы на 56%. Исследования продемонстрировали, что белки семейства Bcl-2 функционально значимы в стенке сосуда и дифференциальная экспрессия Bcl-XL может способствовать дифференциальной чувствительности медиальных и неоинтимальных клеток к быстрому апоптозу [76–78].

Транскрипционный фактор р53. Для заболевания сосудистой стенки может иметь значение тот факт, что транскрипционный фактор р53 активирует экспрессию Bax и ингибирует белок Bcl-2, что приводит к условиям, благоприятствующим апоптозу [79, 80]. Активация p53 также увеличивает экспрессию Fas на клеточной поверхности ГМК человека, стимулируя транспорт из аппарата Гольджи. Антипролиферативная активность р53 опосредована его способностью индуцировать ингибитор циклинзависимой киназы р21. Фактор p53 может индуцировать апоптоз ГМК in vitro и ингибировать пролиферацию ГМК in vitro и in vivo. Он накапливается в атеросклеротических поражениях, и его способность вызывать апоптоз в этих поражениях может зависеть от взаимодействия с белком MDM2, регулятором стабильности р53 [81–84]. Сообщалось [85], что ген цитомегаловируса противодействует индуцированному р53 апоптозу ГМК. У мышей с дефицитом данного белка по сравнению со здоровыми развивались ускоренные атеросклеротические поражения аорты при использовании рациона питания с высоким содержанием жиров. Однако увеличенный размер поражения в результате дефицита р53, по-видимому, является результатом увеличения скорости пролиферации клеток, а не уменьшения апоптоза. Таким образом, p53-независимые апоптотические механизмы могут преобладать в атерогенной стенке сосуда [86, 87].

В функции белков семейства Bcl-2 также входит регуляция жизнеспособности эндотелиальных клеток. Например, выживанию эндотелиальных клеток способствует фактор роста эндотелия сосудов (VEGF), который связан с повышением уровня Bcl-2. Активация протеинкиназы необходима для VEGF-опосредованного выживания эндотелиальных клеток и для VEGF-опосредованной индукции Bcl-2. TNF-α-индуцированная гибель эндотелиальных клеток включает деградацию Bcl-2 [88, 89].

Оксид азота, синтезируемый из L-аргинина с помощью NO-синтаз, представляет собой небольшую липофильную диффундирующую высокореактивную молекулу с дихотомической регуляторной ролью во многих биологических событиях в физиологических и патологических условиях [90]. NO может способствовать апоптозу в одних клетках и ингибировать апо­птоз в других. Местная клеточная среда играет динамическую роль в определении характера этих видов регуляции [91, 92]. Важными компонентами мик­ро­окружения являются следующие: окислительно-восстановительное состояние клеток, глутатион, присутствие других кислород- и азот-центрированных радикалов. Высокая продукция NO действует как проапоптотический модулятор, активируя протеазы семейства каспаз через высвобождение митохондриального цитохрома С в цитозоль, повышенную регуляцию белка р53, активацию сигнального пути JNK/SAPK, изменяя экспрессию апоптоз-ассоциированных белков семейства Bcl-2. Тем не менее низкие или физиологические концентрации NO препятствуют апоптозу клеток, вызванному Fas, ЛПНП и цитокинами. Антиапоптотический механизм связан с транскрипцией генов защитных белков (Вcl-2, белок теплового шока, циклооксигеназа-2) и прямым ингибированием эффекторных каспаз путем S-нитрозилирования тиоловой группы цистеина в их каталитическом сайте [93–97]. Последние исследования на гиперхолестеринемических кроликах показывают, что активация пути L-аргинин/NO вызывает регрессию атеромы, по всей вероятности, посредством индукции апоптоза макрофагов. M. Dubey и соавт. [98] доказали решающую роль индуцибельной NO-синтазы (iNOS) в апоптозе нейтрофилов посредством усиленного генерирования активных форм кислорода и опосредованной каспазой-8 активации пути гибели митохондрий. NO усиливает экспрессию Fas на ГМК, что способствует усилению их апоптоза в этих условиях [99, 100].

Заключение

Апоптоз клеток широко распространен в воспалительно-фибропролиферативных поражениях стенки сосуда. Гибель клеток может влиять на объем поражения, стабильность бляшки, воспаление и целостность эндотелия. Последние исследования выявили многочисленные регуляторные пути, которые потенциально могут контролировать жизнеспособность сосудистых клеток. Понимание этих регуляторных сетей на молекулярном уровне позволит сформировать представление о патогенезе сосудистых заболеваний и привести к разработке новых методов лечения этих нарушений.

Вклад авторов: Э.А. Климентова — разработка концепции и дизайна исследования, сбор материала, анализ полученных данных, подготовка текста; И.А. Суч­ков, А.А. Егоров — редактирование текста; Р.Е. Ка­линин — разработка концепции и дизайна исследования, редактирование.

Информация об источнике финансирования. Работа проводилась за счет средств Рязанского государственного медицинского университета.

Конфликт интересов отсутствует.


  1. Пшенников А.С., Деев Р.В. Морфологическая иллюстрация изменений артериального эндотелия на фоне ишемического и реперфузионного повреждений. Российский медико-биологический вестник им. академика И.П. Павлова 2018; 26(2): 184–194, https://doi.org/10.23888/pavlovj2018262184-194.
  2. Калинин Р.Е., Сучков И.А., Пшенников А.С. Эффек­тивность L-аргинина в лечении атеросклероза артерий нижних конечностей и профилактике рестеноза зоны реконструкции. Вестник Ивановской медицинской академии 2013; 18(2): 18–21.
  3. D’Arcy M.S. Cell death: a review of the major forms of apoptosis, necrosis and autophagy. Cell Biol Int 2019; 43(6): 582–592, https://doi.org/10.1002/cbin.11137.
  4. Егорова И.Э., Бахтаирова В.И., Суслова А.И. Молекулярные механизмы апоптоза, вовлеченные в развитие различных патологических процессов. Инновационные технологии в фармации 2019; 6: 107–114.
  5. Майборода A.А. Апоптоз — гены и белки. Сибирский медицинский журнал 2013; 3: 130–135.
  6. Cheng X., Ferrell J.E. Jr. Apoptosis propagates through the cytoplasm as trigger waves. Science 2018; 361(6402): 607–612, https://doi.org/10.1126/science.aah4065.
  7. Walsh K., Smith R.C., Kim H.S. Vascular cell apoptosis in remodeling, restenosis, and plaque rupture. Circ Res 2000; 87(3): 184–188, https://doi.org/10.1161/01.res.87.3.184.
  8. Prech M., Marszałek A., Schröder J., Filas V., Lesiak M., Jemielity M., Araszkiewicz A., Grajek S. Apoptosis as a mechanism for the elimination of cardiomyocytes after acute myocardial infarction. Am J Cardiol 2010; 105(9): 1240–1245, https://doi.org/10.1016/j.amjcard.2009.12.039.
  9. Meng L.B., Shan M.J., Yu Z.M., Lv J., Qi R.M., Guo P., Zhang Y.M., Gong T. Chronic stress: a crucial promoter of cell apoptosis in atherosclerosis. J Int Med Res 2019; 48(1): 300060518814606, https://doi.org/10.1177/0300060518814606.
  10. Han D.K., Haudenschild C.C., Hong M.K., Tinkle B.T., Leon M.B., Liau G. Evidence for apoptosis in human atherogenesis and in a rat vascular injury model. Am J Pathol 1995; 147(2): 267–277.
  11. Rivard A., Luo Z., Perlman H., Fabre J.E., Nguyen T., Maillard L., Walsh K. Early cell loss after angioplasty results in a disproportionate decrease in percutaneous gene transfer to the vessel wall. Hum Gene Ther 1999; 10(5): 711–721, https://doi.org/10.1089/10430349950018472.
  12. Huang P., Hawthorne W.J., Ao P., Angeli G.L., Medbury H.J., Fletcher J.P. Perigraft adventitia and intima remodeling after synthetic patch implantation in sheep carotid artery: role of apoptosis and proliferation. J Vasc Surg 2002; 36(2): 371–378, https://doi.org/10.1067/mva.2002.123749.
  13. Durham A.L., Speer M.Y., Scatena M., Giachelli C.M., Shanahan C.M. Role of smooth muscle cells in vascular calcification: implications in atherosclerosis and arterial stiffness. Cardiovasc Res 2018; 114(4): 590–600, https://doi.org/10.1093/cvr/cvy010.
  14. Grootaert M.O.J., Moulis M., Roth L., Martinet W., Vindis C., Bennett M.R., De Meyer G.R.Y. Vascular smooth muscle cell death, autophagy and senescence in atherosclerosis. Cardiovasc Res 2018; 114(4); 622–634, https://doi.org/10.1093/cvr/cvy007.
  15. Wan L., Dai S.H., Lai S.Q., Liu L.Q., Wang Q., Xu H., Wang W.J., Liu J.C. Apoptosis, proliferation, and morphology during vein graft remodeling in rabbits. Genet Mol Res 2016; 15(4): 371–378, https://doi.org/10.4238/gmr.15048701.
  16. Ansari M.Z., Swaminathan R. Structure and dynamics at N and C-terminal regions of intrinsically disordered human c-Myc PEST degron reveal a pH-induced transition. Proteins 2020, https://doi.org/10.1002/prot.25880.
  17. Wei X., Zhang Y., Li C., Ai K., Li K., Li H., Yang J. The evolutionarily conserved MAPK/Erk signaling promotes ancestral T-cell immunity in fish via c-Myc-mediated glycolysis. J Biol Chem 2020; 295(10): 3000–3016, https://doi.org/10.1074/jbc.RA119.012231.
  18. Date Y., Ito K. Oncogenic RUNX3: a link between p53 deficiency and MYC dysregulation. Mol Cells 2020; 43(2): 176–181, https://doi.org/10.14348/molcells.2019.0285.
  19. Olivero C.E., Martínez-Terroba E., Zimmer J., Liao C., Tesfaye E., Hooshdaran N., Schofield J.A., Bendor J., Fang D., Simon M.D., Zamudio J.R., Dimitrova N. p53 activates the long noncoding RNA Pvt1b to inhibit Myc and suppress tumorigenesis. Mol Cell 2020; 77(4): 761.e8–774.e8, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2019.12.014.
  20. Lee D.H., Kwon N.E., Lee W.J., Lee M.S., Kim D.J., Kim J.H., Park S.K. Increased O-GlcNAcylation of c-Myc promotes pre-B cell proliferation. Cells 2020; 9(1): E158, https://doi.org/10.3390/cells9010158.
  21. Yin W., Xia X., Wu M., Yang H., Zhu X., Sun W., Ge M. The impact of BCL-2/MYC protein expression and gene abnormality on primary central nervous system diffuse large B-cell lymphoma. Int J Clin Exp Pathol 2019; 12(6): 2215–2223.
  22. Steger C.M., Bonaros N., Rieker R.J., Bonatti J., Schachner T. Gene therapy with antisense oligonucleotides silencing c-myc reduces neointima formation and vessel wall thickness in a mouse model of vein graft disease. Exp Mol Pathol 2018; 105(1): 1–9, https://doi.org/10.1016/j.yexmp.2018.05.003.
  23. Wu Z., Zheng X., Meng L., Fang X., He Y., Li D., Zheng C., Zhang H. α-Tocopherol, especially α-tocopherol phosphate, exerts antiapoptotic and angiogenic effects on rat bone marrow-derived endothelial progenitor cells under high-glucose and hypoxia conditions. J Vasc Surg 2018; 67(4): 1263–1273.e1, https://doi.org/10.1016/j.jvs.2017.02.051.
  24. Shukla S.K., Sharma S.B., Singh U.R. Pre-treatment with α-tocopherol and terminalia arjuna ameliorates, pro-inflammatory cytokines, cardiac and apoptotic markers in myocardial infracted rats. Redox Rep 2015; 20(2): 49–59, https://doi.org/10.1179/1351000214Y.0000000104.
  25. Vineetha R.C., Binu P., Arathi P., Nair R.H. L-ascorbic acid and α-tocopherol attenuate arsenic trioxide-induced toxicity in H9c2 cardiomyocytes by the activation of Nrf2 and Bcl2 transcription factors. Toxicol Mech Methods 2018; 28(5): 353–360, https://doi.org/10.1080/15376516.2017.1422578.
  26. Arias-Álvarez M., García-García R.M., López-Tello J., Rebollar P.G., Gutiérrez-Adán A., Lorenzo P.L. α-Tocopherol modifies the expression of genes related to oxidative stress and apoptosis during in vitro maturation and enhances the developmental competence of rabbit oocytes. Reprod Fertil Dev 2018; 30(12): 1728–1738, https://doi.org/10.1071/rd17525.
  27. Bozaykut P., Karademir B., Yazgan B., Sozen E., Siow R.C., Mann G.E., Ozer N.K. Effects of vitamin E on peroxisome proliferator-activated receptor γ and nuclear factor-erythroid 2-related factor 2 in hypercholesterolemia-induced atherosclerosis. Free Radic Biol Med 2014; 70: 174–181, https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2014.02.017.
  28. Shibata A., Nakagawa K., Tsuduki T., Miyazawa T. α-Tocopherol suppresses antiangiogenic effect of δ-tocotrienol in human umbilical vein endothelial cells. J Nutr Biochem 2015; 26(4): 345–350, https://doi.org/10.1016/j.jnutbio.2014.11.010.
  29. Do M.h., Kim S.n., Seo S.Y., Yeo E.J., Kim S.Y. δ-Tocopherol prevents methylglyoxal-induced apoptosis by reducing ROS generation and inhibiting apoptotic signaling cascades in human umbilical vein endothelial cells. Food Funct 2015; 6(5): 1568–1577, https://doi.org/10.1039/c4fo01110d.
  30. Knapp A.C., Huang J., Starling G., Kiener P.A. Inhibitors of HMG-CoA reductase sensitize human smooth muscle cells to Fas-ligand and cytokine-induced cell death. Atherosclerosis 2000; 152(1): 217–227, https://doi.org/10.1016/s0021-9150(99)00462-1.
  31. Broniarek I., Jarmuszkiewicz W. Statins and mitochondria. Postepy Biochem 2016; 62(2): 77–84.
  32. Katsiki N., Tziomalos K., Chatzizisis Y., Elisaf M., Hatzitolios A.I. Effect of HMG-CoA reductase inhibitors on vascular cell apoptosis: beneficial or detrimental? Atherosclerosis 2010; 211(1): 9–14, https://doi.org/10.1016/j.atherosclerosis.2009.12.028.
  33. Prasad K. Do statins have a role in reduction/prevention of post-PCI restenosis? Cardiovasc Ther 2013; 31(1): 12–26, https://doi.org/10.1111/j.1755-5922.2011.00302.x.
  34. Erl W., Hristov M., Neureuter M., Yan Z.Q., Hansson G.K., Weber P.C. HMG-CoA reductase inhibitors induce apoptosis in neointima-derived vascular smooth muscle cells. Atherosclerosis 2003; 169(2): 251–258, https://doi.org/10.1016/s0021-9150(03)00201-6.
  35. Kolben T., Jeschke U., Reimer T., Karsten N., Schmoeckel E., Semmlinger A., Mahner S., Harbeck N., Kolben T.M. Induction of apoptosis in breast cancer cells in vitro by Fas ligand reverse signaling. J Cancer Res Clin Oncol 2018; 144(2): 249–256, https://doi.org/10.1007/s00432-017-2551-y.
  36. Liu Y., Ren L., Liu W., Xiao Z. MiR-21 regulates the apoptosis of keloid fibroblasts by caspase-8 and the mitochondria-mediated apoptotic signaling pathway via targeting FasL. Biochem Cell Biol 2018; 96(5): 548–555, https://doi.org/10.1139/bcb-2017-0306.
  37. Mehrbod P., Ande S.R., Alizadeh J., Rahimizadeh S., Shariati A., Malek H., Hashemi M., Glover K.K.M., Sher A.A., Coombs K.M., Ghavami S. The roles of apoptosis, autophagy and unfolded protein response in arbovirus, influenza virus, and HIV infections. Virulence 2019; 10(1): 376–413, https://doi.org/10.1080/21505594.2019.1605803.
  38. Guégan J.P., Legembre P. Nonapoptotic functions of Fas/CD95 in the immune response. FEBS J 2018; 285(5): 809–827, https://doi.org/10.1111/febs.14292.
  39. Matter C.M., Chadjichristos C.E., Meier P., von Lukowicz T., Lohmann C., Schuler P.K., Zhang D., Odermatt B., Hofmann E., Brunner T., Kwak B.R., Lüscher T.F. Role of endogenous Fas (CD95/Apo-1) ligand in balloon-induced apoptosis, inflammation, and neointima formation. Circulation 2006; 113(15): 1879–1887, https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.106.611731.
  40. Fukuo K., Hata S., Suhara T., Nakahashi T., Shinto Y., Tsujimoto Y., Morimoto S., Ogihara T. Nitric oxide induces upregulation of Fas and apoptosis in vascular smooth muscle. Hypertension 1996; 27(3 Pt 2): 823–826, https://doi.org/10.1161/01.hyp.27.3.823.
  41. Faletti L., Peintner L., Neumann S., Sandler S., Grabinger T., Mac Nelly S., Merfort I., Huang C.H., Tschaharganeh D., Kang T.W., Heinzmann F., D’Artista L., Maurer U., Brunner T., Lowe S., Zender L., Borner C. TNFα sensitizes hepatocytes to FasL-induced apoptosis by NFκB-mediated Fas upregulation. Cell Death Dis 2018; 9(9): 909, https://doi.org/10.1038/s41419-018-0935-9.
  42. English W.R., Ireland-Zecchini H., Baker A.H., Littlewood T.D., Bennett M.R., Murphy G. Tissue inhibitor of metalloproteinase-3 (TIMP-3) induces Fas dependent apoptosis in human vascular smooth muscle cells. PLoS One 2018; 13(4): e0195116, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0195116.
  43. Imanishi T., McBride J., Ho Q., O’Brien K.D., Schwartz S.M., Han D.K. Expression of cellular FLICE-inhibitory protein in human coronary arteries and in a rat vascular injury model. Am J Pathol 2000; 156(1): 125–137, https://doi.org/10.1016/S0002-9440(10)64712-8.
  44. Sata M., Perlman H., Muruve D.A., Silver M., Ikebe M., Libermann T.A., Oettgen P., Walsh K. Fas ligand gene transfer to the vessel wall inhibits neointima formation and overrides the adenovirus-mediated T cell response. Proc Natl Acad Sci U S A 1998; 95(3): 1213–1217, https://doi.org/10.1073/pnas.95.3.1213.
  45. Luo Z., Sata M., Nguyen T. Adenovirus-mediated delivery of Fas ligand inhibits intimal hyperplasia after balloon injury in immunologically primed animals. Circulation 1999; 99(14): 1776–1779, https://doi.org/10.1161/01.cir.99.14.1776.
  46. Sata M., Sugiura S., Yoshizumi M., Ouchi Y., Hirata Y., Nagai R. Acute and chronic smooth muscle cell apoptosis after mechanical vascular injury can occur independently of the Fas-death pathway. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2001; 21(11): 1733–1737, https://doi.org/10.1161/hq1201.098946.
  47. Anthoney N., Foldi I., Hidalgo A. Toll and toll-like receptor signalling in development. Development 2018; 145(9): dev156018, https://doi.org/10.1242/dev.156018.
  48. Dishon S., Schumacher-Klinger A., Gilon C., Hoffman A., Nussbaum G. Myristoylation confers oral bioavailability and improves the bioactivity of c(MyD 4-4), a cyclic peptide inhibitor of MyD88. Mol Pharm 2019; 16(4): 1516–1522, https://doi.org/10.1021/acs.molpharmaceut.8b01180.
  49. Wu K., Zhang H., Fu Y., Zhu Y., Kong L., Chen L., Zhao F., Yu L., Chen X. TLR4/MyD88 signaling determines the metastatic potential of breast cancer cells. Mol Med Rep 2018; 18(3): 3411–3420, https://doi.org/10.3892/mmr.2018.9326.
  50. Zhu Y., Li Y., Zhang N., Dong G.R. Effect of electroacupuncture preconditioning on myocardial ischemia and expression of TLR 4, MyD 88 and NF-κB mRNAs in “Neiguan” (PC 6) area in rats with myocardial ischemia-reperfusion injury. Zhen Ci Yan Jiu 2018; 43(5): 302–306, https://doi.org/10.13702/j.1000-0607.170308.
  51. Feng G., Zheng K., Cao T., Zhang J., Lian M., Huang D., Wei C., Gu Z., Feng X. Repeated stimulation by LPS promotes the senescence of DPSCs via TLR4/MyD88-NF-κB-p53/p21 signaling. Cytotechnology 2018; 70(3): 1023–1035, https://doi.org/10.1007/s10616-017-0180-6.
  52. Cen X., Liu S., Cheng K. The role of toll-like receptor in inflammation and tumor immunity. Front Pharmacol 2018; 9: 878–885, https://doi.org/10.3389/fphar.2018.00878.
  53. Liu J., Geng F., Sun H., Wang X., Zhang H., Yang Q., Zhang J. Candida albicans induces TLR2/MyD88/NF-κB signaling and inflammation in oral lichen planus-derived keratinocytes. J Infect Dev Ctries 2018; 12(9): 780–786, https://doi.org/10.3855/jidc.8062.
  54. Cao C., An R., Yu Y., Dai H., Qu Z., Gao M., Wang J. BICP0 negatively regulates TRAF6-mediated NF-κB and interferon activation by promoting K48-linked polyubiquitination of TRAF6. Front Microbiol 2020; 10: 3040, https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.03040.
  55. Li X., Li H., Dong X., Wang X., Zhu J., Cheng Y., Fan P. Expression of NF-κB and TLR-4 is associated with the occurrence, progression and prognosis of esophageal squamous cell carcinoma. Int J Clin Exp Pathol 2018; 11(12): 5850–5859.
  56. Shao Q., Jiang C., Xia Y., Zhao M., Zhang Q., Jin B., Liu J. Dioscin ameliorates peritoneal fibrosis by inhibiting epithelial-to-mesenchymal transition of human peritoneal mesothelial cells via the TLR4/MyD88/NF-κB signaling pathway. Int J Clin Exp Pathol 2019; 12(3): 867–875.
  57. Michelsen K.S., Wong M.H., Shah P.K., Zhang W., Yano J., Doherty T.M., Akira S., Rajavashisth T.B., Arditi M. Lack of Toll-like receptor 4 or myeloid differentiation factor 88 reduces atherosclerosis and alters plaque phenotype in mice deficient in apolipoprotein E. Proc Natl Acad Sci U S A 2004; 101: 10679–10684, https://doi.org/10.1073/pnas.0403249101.
  58. Faghfouri A.H., Zarrin R., Maleki V., Payahoo L., Khajebishak Y. A comprehensive mechanistic review insight into the effects of micronutrients on toll-like receptors functions. Pharmacol Res 2019; 152: 104619, https://doi.org/10.1016/j.phrs.2019.104619.
  59. Zheng C., Chen J., Chu F., Zhu J., Jin T. Inflammatory role of TLR-MyD88 signaling in multiple sclerosis. Front Mol Neurosci 2020; 12: 314, https://doi.org/10.3389/fnmol.2019.00314.
  60. Martínez-García M.Á., Ojeda-Ojeda M., Rodríguez-Martín E., Insenser M., Moncayo S., Álvarez-Blasco F., Luque-Ramírez M., Escobar-Morreale H.F. TLR2 and TLR4 surface and gene expression in white blood cells after fasting and oral glucose, lipid and protein challenges: influence of obesity and sex hormones. Biomolecules 2020; 10(1): 111, https://doi.org/10.3390/biom10010111.
  61. Lee G.L., Chang Y.W., Wu J.Y., Wu M.L., Wu K.K., Yet S.F., Kuo C.C. TLR 2 induces vascular smooth muscle cell migration through cAMP response element-binding protein-mediated interleukin-6 production. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2012; 32(11): 2751–2760, https://doi.org/10.1161/atvbaha.112.300302.
  62. Luo L., Lucas R.M., Liu L., Stow J.L. Signalling, sorting and scaffolding adaptors for toll-like receptors. J Cell Sci 2019; 133(5): jcs239194, https://doi.org/10.1242/jcs.239194.
  63. Schoneveld A.H., Oude Nijhuis M.M., van Middelaar B., Laman J.D., de Kleijn D.P., Pasterkamp G. Toll-like receptor 2 stimulation induces intimal hyperplasia and atherosclerotic lesion development. Cardiovasc Res 2005; 66(1): 162–169, https://doi.org/10.1016/j.cardiores.2004.12.016.
  64. Kobayashi N., Suzuki J., Ogawa M., Aoyama N., Komuro I., Izumi Y., Isobe M. Porphyromonasgingivalis promotes neointimal formation after arterial injury through toll-like receptor 2 signaling. Heart Vessels 2014; 29(4): 542–549, https://doi.org/10.1007/s00380-013-0405-3.
  65. Zhang Y., Xia G., Zhang Y., Liu J., Liu X., Li W., Lv Y., Wei S., Liu J., Quan J. Palmitate induces VSMC apoptosis via toll like receptor (TLR)4/ROS/p53 pathway. Atherosclerosis 2017; 263: 74–81, https://doi.org/10.1007/s00380-013-0405-3.
  66. Kiechl S., Lorenz E., Reindl M., Wiedermann C.J., Oberhollenzer F., Bonora E., Willeit J., Schwartz D.A. Toll-like receptor 4 polymorphisms and atherogenesis. N Engl J Med 2002; 347(3): 185–192, https://doi.org/10.1056/nejmoa012673.
  67. Kale J., Osterlund E.J., Andrews D.W. BCL-2 family proteins: changing partners in the dance towards death. Cell Death Differ 2018; 25(1): 65–80, https://doi.org/10.1038/cdd.2017.186.
  68. Birkinshaw R.W., Czabotar P.E. The BCL-2 family of proteins and mitochondrial outer membrane permeabilisation. Semin Cell Dev Biol 2017; 72: 152–162, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2017.04.001.
  69. Hockings C., Alsop A.E., Fennell S.C., Lee E.F., Fairlie W.D., Dewson G., Kluck R.M. Mcl-1 and Bcl-xL sequestration of Bak confers differential resistance to BH3-only proteins. Cell Death Differ 2018; 25(4): 721–734, https://doi.org/10.1038/s41418-017-0010-6.
  70. Edlich F. BCL-2 proteins and apoptosis: recent insights and unknowns. Biochem Biophys Res Commun 2018; 500(1): 26–34, https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2017.06.190.
  71. Walensky L.D. Targeting BAX to drug death directly. Nat Chem Biol 2019; 15(7): 657–665, https://doi.org/10.1038/s41589-019-0306-6.
  72. Opferman J.T., Kothari A. Anti-apoptotic BCL-2 family members in development. Cell Death Differ 2018; 25(1): 37–45, https://doi.org/10.1038/cdd.2017.170.
  73. Peña-Blanco A., García-Sáez A.J. Bax, Bak and beyond — mitochondrial performance in apoptosis. FEBS J 2018; 285(3): 416–431, https://doi.org/10.1111/febs.14186.
  74. Pollman M.J., Hall J.L., Mann M.J., Zhang L., Gibbons G.H. Inhibition of neointimal cell bcl-x expression induces apoptosis and regression of vascular disease. Nat Med 1998; 4(2): 222–227, https://doi.org/10.1038/nm0298-222.
  75. Zhang J., Huang K., O’Neill K.L., Pang X., Luo X. Bax/Bak activation in the absence of Bid, Bim, Puma, and p53. Cell Death Dis 2016; 7: e2266, https://doi.org/10.1038/cddis.2016.167.
  76. Bogner C., Kale J., Pogmore J., Chi X., Shamas-Din A., Fradin C., Leber B., Andrews D.W. Allosteric regulation of BH3 proteins in Bcl-xL complexes enables switch-like activation of Bax. Mol Cell 2020; 7(4): 901–912.e9, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2019.12.025.
  77. Borrás C., Mas-Bargues C., Román-Domínguez A., Sanz-Ros J., Gimeno-Mallench L., Inglés M., Gambini J., Viña J. Bcl-xL, a mitochondrial protein involved in successful aging: from C. elegans to human centenarians. Int J Mol Sci 2020; 21(2): 418, https://doi.org/10.3390/ijms21020418.
  78. Chung S., Roy A.K., Webster T.J. Selenium nanoparticle protection of fibroblast stress: activation of ATF4 and Bcl-xL expression. Int J Nanomedicine 2019; 14: 9995–10007, https://doi.org/10.2147/ijn.s172236.
  79. Gupta A., Shah K., Oza M.J., Behl T. Reactivation of p53 gene by MDM2 inhibitors: a novel therapy for cancer treatment. Biomed Pharmacother 2019; 109: 484–492, https://doi.org/10.1016/j.biopha.2018.10.155.
  80. Zhang L., Gao W., Keohavong P. Analysis of mutations in K-ras and p53 genes in sputum and plasma samples. Methods Mol Biol 2020; 2102: 373–394, https://doi.org/10.1007/978-1-0716-0223-2_22.
  81. Tzovaras A.A., Gentimi F., Nikolaou M. Tumor protein p53 gene and cardiovascular disease. Angiology 2018; 69(8): 736–737, https://doi.org/10.1177/0003319718772412.
  82. Miyashita T., Reed J.C. Tumor suppressor p53 is a direct transcriptional activator of the human bax gene. Cell 1995; 80(2): 293–299, https://doi.org/10.1016/0092-8674(95)90412-3.
  83. Wu D., Prives C. Relevance of the p53-MDM2 axis to aging. Cell Death Differ 2018; 25(1): 169–179, https://doi.org/10.1038/cdd.2017.187.
  84. Wurz R.P., Cee V.J. Targeted degradation of mdm2 as a new approach to improve the efficacy of mdm2-p53 inhibitors. Med Chem 2019; 62(2): 445–447, https://doi.org/10.1021/acs.jmedchem.8b01945.
  85. Tanaka K., Zou J.P., Takeda K., Ferrans V.J., Sandford G.R., Johnson T.M., Finkel T., Epstein S.E. Effects of human cytomegalovirus immediate-early proteins on p53-mediated apoptosis in coronary artery smooth muscle cells. Circulation 1999; 99(13): 1656–1659, https://doi.org/10.1161/01.cir.99.13.1656.
  86. Guevara N.V., Kim H.S., Antonova E.I., Chan L. The absence of p53 accelerates atherosclerosis by increasing cell proliferation in vivo. Nat Med 1999; 5(3): 335–339, https://doi.org/10.1038/6585.
  87. Jacob T., Hingorani A., Ascher E. p53 gene therapy modulates signal transduction in the apoptotic and cell cycle pathways downregulating neointimal hyperplasia. Vasc Endovascular Surg 2012; 46(1): 45–53, https://doi.org/10.1177/1538574411422277.
  88. Gerber H.P., Dixit V., Ferrara N. Vascular endothelial growth factor induces expression of the antiapoptotic proteins Bcl-2 and A1 in vascular endothelial cells. J Biol Chem 1998; 273(21): 13313–13316, https://doi.org/10.1074/jbc.273.21.13313.
  89. Светозарский Н.Л., Артифексова А.А., Светозар­ский С.Н. Фактор роста эндотелия сосудов: биологические свойства и практическое значение (обзор литературы). Медицина и образование в Сибири 2015; 5: 24–32.
  90. Duran X., Vilahur G., Badimon L. Exogenous in vivo NO-donor treatment preserves p53 levels and protects vascular cells from apoptosis. Atherosclerosis 2009; 205(1): 101–106, https://doi.org/10.1016/j.atherosclerosis.2008.11.016.
  91. Spiguel L.R., Chandiwal A., Vosicky J.E., Weichselbaum R.R., Skelly C.L. Concomitant proliferation and caspase-3 mediated apoptosis in response to low shear stress and balloon injury. J Surg Res 2010; 161(1): 146–155, https://doi.org/10.1016/j.jss.2008.11.001.
  92. Lee M., Rey K., Besler K., Wang C., Choy J. Immunobiology of nitric oxide and regulation of inducible nitric oxide synthase. Results Probl Cell Differ 2017; 62: 181–207, https://doi.org/10.1007/978-3-319-54090-0_8.
  93. Boyd C.S., Cadenas E. Nitric oxide and cell signaling pathways in mitochondrial-dependent apoptosis. Biol Chem 2002; 383(3–4): 411–423, https://doi.org/10.1515/bc.2002.045.
  94. Takahashi А., Masuda А., Sun M., Centonze V.E. Oxidative stress-induced apoptosis is associated with alterations in mitochondrial caspase activity and Bcl-2-dependent alterations in mitochondrial pH (pHm). Brain Res Bull 2004; 62(6): 497–504, https://doi.org/10.1016/j.brainresbull.2003.07.009.
  95. Chae I.H., Park K.W., Kim H.S., Oh B.H. Nitric oxide-induced apoptosis is mediated by Bax/Bcl-2 gene expression, transition of cytochrome c, and activation of caspase-3 in rat vascular smooth muscle cells. Clin Chim Acta 2004; 341(1–2): 83–91, https://doi.org/10.1016/j.cccn.2003.11.009.
  96. Choi B.M., Pae H.O., Jang S.I., Kim Y.M., Chung H.T. Nitric oxide as a pro-apoptotic as well as anti-apoptotic modulator. J Biochem Mol Biol 2002; 35(1): 116–126, https://doi.org/10.5483/bmbrep.2002.35.1.116.
  97. Chung Н.T., Pae H.O., Choi B.M., Billiar T.R., Kim Y.M. Nitric oxide as a bioregulator of apoptosis. Biochem Biophys Res Commun 2001; 282(5): 1075–1079, https://doi.org/10.1006/bbrc.2001.4670.
  98. Dubey M., Nagarkoti S., Awasthi D., Singh A.K., Chandra T., Kumaravelu J., Barthwal M.K., Dikshit M. Nitric oxide-mediated apoptosis of neutrophils through caspase-8 and caspase-3-dependent mechanism. Cell Death Dis 2016; 7(9): е2348, https://doi.org/10.1038/cddis.2016.248.
  99. Li X., Shang B., Li Y.N., Shi Y., Shao C. IFNγ and TNFα synergistically induce apoptosis of mesenchymal stem/stromal cells via the induction of nitric oxide. Stem Cell Res Ther 2019; 10(1): 18–24, https://doi.org/10.1186/s13287-018-1102-z.
  100. Zhang N., Diao Y., Hua R., Wang J., Han S., Li J., Yin Y. Nitric oxide-mediated pathways and its role in the degenerative diseases. Front Biosci (Landmark Ed) 2017; 22: 824–834, https://doi.org/10.2741/4519.


Журнал базах данных

web_of_science.jpg

scopus.jpg

crossref.jpg

doaj.jpg

ebsco.jpg

embase.jpg

ulrich.jpg

cyberleninka.jpg

e-library.jpg

lan.jpg

ajd.jpg

vak.jpg