Сегодня: 14.04.2024
RU / EN
Последнее обновление: 01.03.2024
Экспресс-анализ хрящевых тканей с использованием многомерного анализа ИК-спектров

Экспресс-анализ хрящевых тканей с использованием многомерного анализа ИК-спектров

Н.Ю. Игнатьева, О.Л. Захаркина, А.П. Свиридов
Ключевые слова: хрящевая ткань; коллаген; гликозаминогликаны; ИК-спектроскопия с нарушенным полным внутренним отражением; метод регрессии на главные компоненты.
2022, том 14, номер 6, стр. 25.

Полный текст статьи

html pdf
402
605

Цель исследования — разработка метода диагностики хрящевой ткани разных видов с количественным определением основных компонентов на основе многомерного анализа ИК-спектров и верификация данных с помощью классического химического анализа.

Материалы и методы. В качестве образцов исследованы хрящи носовой перегородки, коленного сустава, ребра и пульпозного ядра межпозвонкового диска, а также трипсинизированные и дефектные образцы хрящей. Получены ИК-спектры образцов хрящей, а также калибровочных смесей коллагена и хондроитина сульфата. Для получения ИК-спектров использовали режим нарушенного полного внутреннего отражения, а для их обработки — программное обеспечение TQ Analyst и калибровочный метод регрессии на главные компоненты. На основе калибровочной зависимости определяли коэффициент Kсп как отношение массовых долей коллагена и хондроитина сульфата. Его значение сравнивали со значением Kхим, равным отношению массовых долей коллагена и хондроитина сульфата, полученных с помощью классического химического анализа этих веществ.

Результаты. ИК-cпектры хрящевых тканей являются суперпозицией ИК-спектров коллагена и хондроитина сульфата и качественно отражают их состав. Изменение соотношения между относительными интенсивностями характеристических полос соединений в ИК-спектре очевидно лишь при значительном изменении содержания этих соединений в хрящах. Такое изменение происходит после трипсинизации, когда Kсп возрастает от 0,88±0,05 (Kхим~0,8) до 4,55. Использование калибровочной модели с полным анализом ИК-спектра хрящей дало возможность определять разницу в соотношении основных компонентов в матриксе разных образцов при отсутствии очевидных изменений в ИК-спектрах. Так, было показано статистически значимое уменьшение содержания хондроитина сульфата в деградированном суставном хряще (Kсп=4,4±1,8; Kхим~5,5) по сравнению с интактными образцами (Kсп=2,8±1,1; Kхим~2,6).

Заключение. ИК-спектрометрический экспресс-анализ хрящевых тканей с применением метода регрессии на главные компоненты позволяет корректно определить соотношение основных компонентов матрикса хряща — коллагена и гликозаминогликанов. Предложенная методика включает одно измерение, не нуждается в длительной и трудоемкой пробоподготовке, не требует длительных, многостадийных и трудоемких химических манипуляций для определения каждого из компонентов, позволяет определить особенности и изменения состава для большого набора образцов хрящевой ткани разных типов. В перспективе такой подход может быть использован для неинвазивной диагностики хрящевой ткани.

  1. Silver F.H., Kato Y.P., Ohno M., Wasserman A.J. Analysis of mammalian connective tissue: relationship between hierarchical structures and mechanical properties. J Long Term Eff Med Implants 1992; 2(2–3): 165–198.
  2. Muir H. The chondrocyte, architect of cartilage. Biomechanics, structure, function and molecular biology of cartilage matrix macromolecules. Bioassays 1995; 17(12): 1039–1048, https://doi.org/10.1002/bies.950171208.
  3. Rotter N., Tobias G., Lebl M., Roy A.K., Hansen M.C., Vacanti C.A., Bonassar L.J. Age-related changes in the composition and mechanical properties of human nasal cartilage. Arch Biochem Biophys 2002; 403(1): 132–140, https://doi.org/10.1016/s0003-9861(02)00263-1.
  4. Homicz M.R., McGowan K.B., Lottman L.M., Beh G., Sah R.L., Watson D. A compositional analysis of human nasal septal cartilage. Arch Facial Plast Surg 2003; 5(1): 53–58, https://doi.org/10.1001/archfaci.5.1.53.
  5. Karchner J.P., Yousefi F., Bitman S.R., Darvish K., Pleshko N. Non-destructive spectroscopic assessment of high and low weight bearing articular cartilage correlates with mechanical properties. Cartilage 2019; 10(4): 480–490, https://doi.org/10.1177/1947603518764269.
  6. Li G., Thomson M., Dicarlo E., Yang X., Nestor B., Bostrom M.P.G., Camacho N.P. A chemometric analysis for evaluation of early-stage cartilage degradation by infrared fiber-optic probe spectroscopy. Appl Spectrosc 2005; 59(12): 1527–1533, https://doi.org/10.1366/000370205775142593.
  7. Mrosek E.H., Lahm A., Erggelet C., Uhl M., Kurz H., Eissner B., Schagemann J.C. Subchondral bone trauma causes cartilage matrix degeneration: an immunohistochemical analysis in a canine model. Osteoarthritis Cartilage 2006; 14(2): 171–178, https://doi.org/10.1016/j.joca.2005.08.004.
  8. West P.A., Bostrom M.P.G., Torzilli P.A., Camacho N.P. Fourier transform infrared spectral analysis of degenerative cartilage: an infrared fiber optic probe and imaging study. Appl Spectrosc 2004; 58(4): 376–381, https://doi.org/10.1366/000370204773580194.
  9. Franz T., Hasler E.M., Hagg R., Weiler C., Jakob R.P., Mainil-Varlet P. In situ compressive stiffness, biochemical composition, and structural integrity of articular cartilage of the human knee joint. Osteoarthritis Cartilage 2001; 9(6): 582–592, https://doi.org/10.1053/joca.2001.0418.
  10. Laverty S., O’Kouneff S., Ionescu M., Reiner A., Pidoux I., Webber C., Rossier Y., Billinghurst R.C., Poole A.R. Excessive degradation of type II collagen in articular cartilage in equine osteochondrosis. J Orthop Res 2002; 20(6): 1282–1289, https://doi.org/10.1016/S0736-0266(02)00053-0.
  11. Yin J., Xia Y. Proteoglycan concentrations in healthy and diseased articular cartilage by Fourier transform infrared imaging and principal component regression. Spectrochim Acta A Mol Biomol Spectrosc 2014; 133: 825–830, https://doi.org/10.1016/j.saa.2014.05.092.
  12. Yin J., Xia Y. Macromolecular concentrations in bovine nasal cartilage by Fourier transform infrared imaging and principal component regression. Appl Spectrosc 2010; 64(11): 1199–1208, https://doi.org/10.1366/000370210793335124.
  13. Baykal D., Irrechukwu O., Lin P.C., Fritton K., Spencer R.G., Pleshko N. Nondestructive assessment of engineered cartilage constructs using near-infrared spectroscopy. Appl Spectrosc 2010; 64(10): 1160–1166, https://doi.org/10.1366/000370210792973604.
  14. Gordetsov A.S. Infrared spectroscopy of biological fluids and tissues. Sovremennye tehnologii v medicine 2010; 1: 84.
  15. Kogan L.P., Kislitsyn D.I., Krasnikova O.V., Medyanik I.A., Gordetsov A.S. Diagnosis of a disease using the values of statistical functionals calculated from infrared spectroscopic parameters of blood. Sovremennye tehnologii v medicine 2017; 9(4): 25–35, https://doi.org/10.17691/stm2017.9.4.03.
  16. Querido W., Kandel S., Pleshko N. Applications of vibrational spectroscopy for analysis of connective tissues. Molecules 2021; 26(4): 922, https://doi.org/10.3390/molecules26040922.
  17. Potter K., Kidder L.H., Levin I.W., Lewis E.N., Spencer R.G. Imaging of collagen and proteoglycan in cartilage sections using Fourier transform infrared spectral imaging. Arthritis Rheum 2001; 44(4): 846–855, https://doi.org/10.1002/1529-0131 (200104)44:4846::aid-anr1413.0.co;2-e.
  18. Camacho N.P., West P., Torzilli P.A., Mendelsohn R. FTIR microscopic imaging of collagen and proteoglycan in bovine cartilage. Biopolymers 2001; 62(1): 1–8, https://doi.org/10.1002/1097-0282 (2001)62:11::aid-bip103.0.co;2-o.
  19. Ramakrishnan N., Xia Y., Bidthanapally A. Polarized IR microscopic imaging of articular cartilage. Phys Med Biol 2007; 52(15): 4601–4614, https://doi.org/10.1088/0031-9155/52/15/016.
  20. Farndale R.W., Buttle D.J., Barrett A.J. Improved quantitation and discrimination of sulphated glycosaminoglycans by use of dimethylmethylene blue. Biochim Biophys Acta 1986; 883(2): 173–177, https://doi.org/10.1016/0304-4165(86)90306-5.
  21. Родионова О.Е. Интервальный метод обработки результатов многоканальных экспериментов. Дис. … докт. физ.-мат. наук. М; 2008.
  22. Edwards H.G.M., Farwell D.W., Holder J.M., Lawson E.E. Fourier-transform Raman spectroscopy of ivory: II. Spectroscopic analysis and assignments. J Mol Struct 1997; 435(1): 49–58, https://doi.org/10.1016/s0022-2860(97)00122-1.
  23. Manoharan R., Wang Y., Feld M.S. Histochemical analysis of biological tissues using Raman spectroscopy. Spectrochim Acta A Mol Biomol Spectrosc 1996; 52(2): 215–249, https://doi.org/10.1016/0584-8539(95)01573-6.
  24. Cael J.J., Isaac D.H., Blackwell J., Koenig J.L., Atkins E.D.T., Sheehan J.K. Polarized infrared spectra of crystalline glycosaminoglycans. Carbohydr Res 1976; 50(2): 169–179, https://doi.org/10.1016/s0008-6215(00)83848-3.
  25. Servaty R., Schiller J., Binder H., Arnold K. Hydration of polymeric components of cartilage — an infrared spectroscopic study on hyaluronic acid and chondroitin sulfate. Int J Biol Macromol 2001; 28(2): 121–127, https://doi.org/10.1016/s0141-8130(00)00161-6.
  26. Bank R.A., Krikken M., Beekman B., Stoop R., Maroudas A., Lafeber F.P., te Koppele J.M. A simplified measurement of degraded collagen in tissues: application in healthy, fibrillated and osteoarthritic cartilage. Matrix Biol 1997; 16(5): 233–243, https://doi.org/10.1016/s0945-053x(97)90012-3.
  27. Peters T.J., Smillie I.S. Studies on chemical composition of menisci from the human knee-joint. Proc R Soc Med 1971; 64(3): 261–262, https://doi.org/10.1177/003591577106400310.
  28. Ghosh P., Taylor T.K.F., Horsburgh B.A. The composition and protein metabolism in the immature rabbit intervertebral disc. Cell Tissue Res 1975; 163(2): 223–238, https://doi.org/10.1007/bf00221729.
  29. Mizuno H., Roy A.K., Vacanti C.A., Kojima K., Ueda M., Bonassar L.J. Tissue-engineered composites of anulus fibrosus and nucleus pulposus for intervertebral disc replacement. Spine (Phila Pa 1976) 2004; 29(12): 1290–1298, https://doi.org/10.1097/01.brs.0000128264.46510.27.
  30. Fermor H.L., McLure S.W.D., Taylor S.D., Russell S.L., Williams S., Fisher J., Ingham E. Biological, biochemical and biomechanical characterisation of articular cartilage from the porcine, bovine and ovine hip and knee. Biomed Mater Eng 2015; 25(4): 381–395, https://doi.org/10.3233/bme-151533.
  31. Goldberg R.L., Kolibas L.M. An improved method for determining proteoglycans synthesized by chondrocytes in culture. Connect Tissue Res 1990; 24(3–4): 265–275, https://doi.org/10.3109/03008209009152154.
  32. Buckwalter J.A., Roughley P.J., Rosenberg L.C. Age-related changes in cartilage proteoglycans: quantitative electron microscopic studies. Microsc Res Tech 1994; 28(5): 398–408, https://doi.org/10.1002/jemt.1070280506.
  33. Warren S. A critical analysis of the 1,9-dimethylmethylene blue assay for sulfated glycosaminoglycans in synovial fluid. MSc Thesis. Guelph, Ontario: University of Guelph; 2000.
Ignatieva N.Yu., Zakharkina O.L., Sviridov A.P. Express Analysis of Cartilage Tissue Using Multivariate Analysis of IR Spectra. Sovremennye tehnologii v medicine 2022; 14(6): 25, https://doi.org/10.17691/stm2022.14.6.03


Журнал базах данных

pubmed_logo.jpg

web_of_science.jpg

scopus.jpg

crossref.jpg

ebsco.jpg

embase.jpg

ulrich.jpg

cyberleninka.jpg

e-library.jpg

lan.jpg

ajd.jpg