Роль макрофагов в реализации эффектов секретома мезенхимных стромальных клеток в нише сперматогониальной стволовой клетки

Постнатальные стволовые клетки в окружении ниши на протяжении жизни поддерживают обновление и регенерацию тканей и органов. Дисфункция компонентов ниши может привести к развитию трудноизлечимых заболеваний. Ранее мы показали, что инъекция секретома мезенхимных стромальных клеток (МСК) под белочную оболочку яичка грызунов способствует восстановлению ниши сперматогониальных стволовых клеток, однако механизмы этого процесса до конца не выяснены.

Цель исследования — изучение влияния секретома МСК на резидентные макрофаги при повреждении ниши сперматогониальных стволовых клеток и на перитонеальные макрофаги у интактных животных.

Материалы и методы. Для изучения влияния секретома МСК на макрофаги у мышей моделировали токсическое повреждение сперматогенеза путем внутрибрюшинных инъекций доксорубицина в дозе 1 мг/кг с периодичностью раз в два дня до достижения суммарной дозы 10 мг/кг. В качестве второй модели использовали модель крипторхизма у крыс. Секретом МСК вводили под белочную оболочку яичка. Были сформированы группы: «интактные», «повреждение», «секретом МСК». У животных выделяли семенники и оценивали количество макрофагов с помощью иммуногистохимического анализа. Для изучения фагоцитарной активности макрофагов проводили внутримышечную инъекцию секретома МСК в бедро мыши, а затем выделяли перитонеальные макрофаги и анализировали их способность поглощать латексные частицы FITC.

Результаты. В модели крипторхизма мы показали значимое увеличение числа CD163⁺ М2-макрофагов в интерстициальном пространстве семенников. Инъекция секретома МСК под белочную оболочку яичка приводила к снижению количества CD163⁺ М2-макрофагов. В модели токсического повреждения сперматогенеза доксорубицином количество CD163⁺ М2-макрофагов в интерстициальном пространстве увеличивалось, однако не изменилось в группе с инъекцией секретома МСК. Число М2-макрофагов в данной модели, положительных по другому классическому маркеру CD206, также возрастало, при этом введение секретома МСК не уменьшало их количество как на ранних, так и на поздних сроках повреждения. Исследование влияния секретома МСК на перитониальные макрофаги показало, что его однократное внутримышечное введение здоровым мышам в дозах меньшей и большей, чем терапевтическая, не снижает, а, наоборот, увеличивает фагоцитарную активность макрофагов.

Заключение. Полученные результаты указывают на влияние этиологии и патогенеза повреждения на вовлеченность М2-макрофагов в реализацию эффектов секретома МСК, а также на отсутствие системной иммунотоксичности секретома МСК.

1. Sagaradze G.D., Basalova N.A., Efimenko A.Y., Tkachuk V.A. Mesenchymal stromal cells as critical contributors to tissue regeneration. Front Cell Dev Biol 2020; 8: 576176, https://doi.org/10.3389/fcell.2020.576176.
2. Sagaradze G., Grigorieva O., Nimiritsky P., Basalova N., Kalinina N., Akopyan Z., Efimenko A. Conditioned medium from human mesenchymal stromal cells: towards the clinical translation. Int J Mol Sci 2019; 20(7): 1656, https://doi.org/10.3390/ijms20071656.
3. Sagaradze G., Basalova N., Kirpatovsky V., Ohobotov D., Nimiritsky P., Grigorieva O., Popov V., Kamalov A., Tkachuk V., Efimenko A. A magic kick for regeneration: role of mesenchymal stromal cell secretome in spermatogonial stem cell niche recovery. Stem Cell Res Ther 2019; 10(1): 342, https://doi.org/10.1186/s13287-019-1479-3.
4. Monakova A., Sagaradze G., Basalova N., Popov V., Balabanyan V., Efimenko A. Novel potency assay for MSC secretome-based treatment of idiopathic male infertility employed leydig cells and revealed vascular endothelial growth factor as a promising potency marker. Int J Mol Sci 2022; 23(16): 9414, https://doi.org/10.3390/ijms23169414.
5. Pajarinen J., Lin T., Gibon E., Kohno Y., Maruyama M., Nathan K., Lu L., Yao Z., Goodman S.B. Mesenchymal stem cell-macrophage crosstalk and bone healing. Biomaterials 2019; 196: 80–89, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2017.12.025.
6. Lu D., Xu Y., Liu Q., Zhang Q. Mesenchymal stem cell-macrophage crosstalk and maintenance of inflammatory microenvironment homeostasis. Front Cell Dev Biol 2021; 9: 681171, https://doi.org/10.3389/fcell.2021.681171.
7. Willis G.R., Fernandez-Gonzalez A., Anastas J., Vitali S.H., Liu X., Ericsson M., Kwong A., Mitsialis S.A., Kourembanas S. Mesenchymal stromal cell exosomes ameliorate experimental bronchopulmonary dysplasia and restore lung function through macrophage immunomodulation. Am J Respir Crit Care Med 2018; 197(1): 104–116, https://doi.org/10.1164/rccm.201705-0925OC.
8. Galipeau J. Macrophages at the nexus of mesenchymal stromal cell potency: the emerging role of chemokine cooperativity. Stem Cells 2021; 39(9): 1145–1154, https://doi.org/10.1002/stem.3380.
9. He X., Dong Z., Cao Y., Wang H., Liu S., Liao L., Jin Y., Yuan L., Li B. MSC-derived exosome promotes M2 polarization and enhances cutaneous wound healing. Stem Cells Int 2019; 2019: 7132708, https://doi.org/10.1155/2019/7132708.
10. Koncz G., Jenei V., Tóth M., Váradi E., Kardos B., Bácsi A., Mázló A. Damage-mediated macrophage polarization in sterile inflammation. Front Immunol 2023; 14: 1169560, https://doi.org/10.3389/fimmu.2023.1169560.
11. Wang M., Yang Y., Cansever D., Wang Y., Kantores C., Messiaen S., Moison D., Livera G., Chakarov S., Weinberger T., Stremmel C., Fijak M., Klein B., Pleuger C., Lian Z., Ma W., Liu Q., Klee K., Händler K., Ulas T., Schlitzer A., Schultze J.L., Becher B., Greter M., Liu Z., Ginhoux F., Epelman S., Schulz C., Meinhardt A., Bhushan S. Two populations of self-maintaining monocyte-independent macrophages exist in adult epididymis and testis. Proc Natl Acad Sci U S A 2021; 118(1): e2013686117, https://doi.org/10.1073/pnas.2013686117.
12. Mahi-Brown C.A., Tung K.S. Activation requirements of donor T cells and host T cell recruitment in adoptive transfer of murine experimental autoimmune orchitis (EAO). Cell Immunol 1989; 124(2): 368–379, https://doi.org/10.1016/0008-8749(89)90138-x.
13. Sagaradze G., Monakova A., Basalova N., Popov V., Balabanyan V., Efimenko A. Regenerative medicine for male infertility: a focus on stem cell niche injury models. Biomed J 2022; 45(4): 607–614, https://doi.org/10.1016/j.bj.2022.01.015.
14. Sagaradze G.D., Basalova N.A., Kirpatovsky V.I., Ohobotov D.A., Grigorieva O.A., Balabanyan V.Y., Kamalov A.A., Efimenko A.Y. Application of rat cryptorchidism model for the evaluation of mesenchymal stromal cell secretome regenerative potential. Biomed Pharmacother 2019; 109: 1428–1436, https://doi.org/10.1016/j.biopha.2018.10.174.
15. Perrard M.H., Sereni N., Schluth-Bolard C., Blondet A., D Estaing SG, Plotton I., Morel-Journel N., Lejeune H., David L., Durand P. Complete human and rat ex vivo spermatogenesis from fresh or frozen testicular tissue. Biol Reprod 2016; 95(4): 89, https://doi.org/10.1095/biolreprod.116.142802.
16. Охоботов Д.А., Сагарадзе Г.Д., Монакова А.О., Ба­са­лова Н.А., Балабаньян В.Ю., Попов В.С., Кирпа­товский В.И., Нестерова О.Ю., Ефименко А.Ю., Ка­ма­лов А.А. Моделирование нарушений сперматогенеза хи­миотерапевтическими средствами — цисплатином и доксорубицином. Экспериментальная и клиническая урология 2021; 14(4): 95–101.
17. Касторнова А.Е., Коротченко Е.С., Крышень К.Л., Ацап­кина А.А., Бекетова Д.Д., Макарова М.Н. Реко­мендации по оценке иммунотоксических свойств лекарственных средств. Фагоцитарная активность макрофагов. Международный вестник ветеринарии 2014; 1: 85–91.
18. Mossadegh-Keller N., Sieweke M.H. Testicular macrophages: guardians of fertility. Cell Immunol 2018; 330: 120–125, https://doi.org/10.1016/j.cellimm.2018.03.009.
19. Chen Q., Deng T., Han D. Testicular immunoregulation and spermatogenesis. Semin Cell Dev Biol 2016; 59: 157–165, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2016.01.019.
20. Achua J.K., Chu K.Y., Ibrahim E., Khodamoradi K., Delma K.S., Iakymenko O.A., Kryvenko O.N., Arora H., Ramasamy R. Histopathology and ultrastructural findings of fatal COVID-19 infections on testis. World J Mens Health 2021; 39(1): 65–74, https://doi.org/10.5534/wjmh.200170.
21. Zheng W., Zhang S., Jiang S., Huang Z., Chen X., Guo H., Li M., Zheng S. Evaluation of immune status in testis and macrophage polarization associated with testicular damage in patients with nonobstructive azoospermia. Am J Reprod Immunol 2021; 86(5): e13481, https://doi.org/10.1111/aji.13481.
22. Sun X.R., Hedger M.P., Risbridger G.P. The effect of testicular macrophages and interleukin-1 on testosterone production by purified adult rat Leydig cells cultured under in vitro maintenance conditions. Endocrinology 1993; 132(1): 186–192, https://doi.org/10.1210/endo.132.1.8419122.
23. Bhushan S., Meinhardt A. The macrophages in testis function. J Reprod Immunol 2017; 119: 107–112, https://doi.org/10.1016/j.jri.2016.06.008.
24. Bilińska B., Kmicikiewicz I., Pierściński A., Sadowska J. The effect of testicular macrophages, macrophage-conditioned medium and interleukin-1 alpha on the cytoskeleton of bank vole Leydig cells. Exp Clin Endocrinol Diabetes 1999; 107(5): 281–287, https://doi.org/10.1055/s-0029-1212113.

Monakova A.O., Basalova N.А., Balabanyan V.Yu., Kryshen K.L., Matichin А.А., Sagaradze G.D., Popov V.S., Efimenko А.Yu. The Role of Macrophages in Implementing the Effects of Secretome of Mesenchymal Stromal Cells in the Spermatogonial Stem Cell Niche. Sovremennye tehnologii v medicine 2025; 17(2): 37, https://doi.org/10.17691/stm2025.17.2.04